Ивановская государственная медицинская академия

Эта работа опубликована в сборнике научных трудов «Естествознание и гуманизм» (2008 год, Том 5, выпуск 1), под редакцией проф., д.м.н. Ильинских Н.Н. Посмотреть титульный лист сборника

Ожог является одним из самых серьезных и часто встречающихся повреждений кожи. В последние десятилетия предложено большое количест-во различных препаратов и покрытий для лечения ожоговых ран, однако ни одно из средств не может быть признано идеальным, и местное лече-ние ожоговых ран по-прежнему   остается  центральной  проблемой  комбустиологии.
В течение ряда лет нами проводилось исследование процесса заживления ожогов в условиях жидкой среды – 0,9% изотонического раствора хлорида натрия, и было показано [1,2], что жидкая среда ускоряет эпителизацию и способствует образованию полноценного регенерата. Вместе с тем представлялась несомненной зависимость динамики и результатов репаративной регенерации не только от физического состояния, но и от  химического состава и свойств среды. С этой точки зрения представляли интерес многочисленные данные литературы последних лет о чрезвы-чайно полезных для медицины свойствах торфа, и в том числе об его положительном влиянии на заживление ран. Отмечались выраженный им-муномодулирующий эффект и противовоспалительное действие торфяных препаратов [3,4]. Однако целенаправленного изучения механизмов ранозаживляющего действия компонентов торфа, как следует из литературных источников, не проводилось.
    Целью настоящей работы явилось экспериментальное исследование процессов заживления ожоговых кожных ран у крыс в жидкофаз-ном препарате гуминовых кислот – основных активных компонентов торфа.
Материалы и методы
    В эксперименте было использовано 8 белых беспородных половозрелых крыс самцов исходной массой от 210 до 250 г. Ожог диаметром 1 см наносился под эфирным наркозом в струе проходящего пара, на боковой поверхности туловища, с экспозицией 5 секунд. После этого ожого-вую рану помещали в капсулу из прозрачного полимерного материала. Капсула крепилась на кожу крысы с помощью тонкой пленки, смазанной специальным жидким клеем "New-skin liquid bandage". Для предохранения камеры от повреждения животными использовали жестяной кожух, который фиксировали на спине и боках с помощью лейкопластыря.
Далее животные были разделены на контрольную и опытную группы. У крыс контрольной группы камера оставалась открытой, и заживление происходило в обычных условиях, под струпом. Крысам опытной группы в капсулу заливали 1% раствор гуминовых кислот объемом 1 мл и плот-но закрывали ее пробкой. Смена раствора производилась один раз в сутки, при этом старый раствор удалялся, раневую поверхность промывали 0,9% раствором хлорида натрия и заливали новый раствор препарата торфа. Таким образом рана содержалась в растворе 5 суток непосредственно после нанесения ожога. Далее капсулы снимали у всех животных и содержали их в одинаковых условиях до истечения 21 суток после нанесения ожога, исследуя скорость эпителизации. По окончании этого периода в утренние часы проводили эвтаназию путем передозировки эфирного нар-коза, кусочки ткани из центральной части регенерата  иссекали и фиксировали в 10% нейтральном формалине, готовили парафиновые срезы и производили окраску гематоксилином и эозином, а также по методу Ван-Гизона. Готовые препараты (160 гистологических срезов) анализировали при помощи световой микроскопии по следующим параметрам: площадь регенерата; площадь и толщина эпидермиса над дефектом; минимальное и максимальное  количество слоев клеток эпидермиса над дефектом. Морфометрические исследования проводили на анализаторе изображений с помощью программы  «ВидеоТест-Мастер». Достоверность различия средних  оценивали по t-критерию Стъюдента.
Результаты и их обсуждение
    Было установлено, что в растворе эпителизация происходит быстрее: ее средняя продолжительность в опыте – 14,5 суток, в контроле – 18,0 суток, разница статистически достоверна при p < 0,05.
При морфологическом исследовании срезов из центральной части дефекта как в контрольной, так и в опытной группах животных выявляется полностью эпителизированный регенерат.
У контрольных животных эпидермис в зоне повреждения гипертрофирован  и содержит от 3 до 14 слоёв клеток. Эпителиоциты вакуолизирова-ны. Минимальная толщина  эпидермиса над дефектом  составляет 27,09 ± 5,33 мкм,  максимальная – 117, 44 ± 19,25 мкм. Площадь эпидермиса над дефектом в среднем равна 0,318 ± 0,04 мм². В подлежащей дерме  наблюдается замещение грануляций фиброзной тканью – имеется значи-тельное количество разнонаправленных капилляров, заполненных эритроцитами. Основным компонентом формирующейся фиброзной ткани являются бледноокрашенные коллагеновые волокна, направленные параллельно поверхности дефекта. Между коллагеновыми волокнами выяв-ляются незначительные участки аморфного вещества. Фиброзная ткань располагается вплоть до внутрикожной мышцы. Площадь регенерата на срезе составляет в среднем 2,25 ± 0,4 мм².
    У опытных животных эпидермис над дефектом также несколько гипертрофирован, содержит от 2 до 12 слоёв клеток. Минимальная толщина эпидермиса над дефектом  составляет  26,5 ± 2,47 мкм, максимальная 97,5 ± 15,56 мкм, что меньше, чем в контрольной группе. Однако статистически значимых различий между опытной и контрольной группами по этим показателям не наблюдается. Эпидермис образует многочис-ленные впячивания, формируя микрорельеф кожи. Площадь эпидермиса над дефектом в среднем равна 0,23 ± 0,04 мм², что достоверно меньше, чем в контрольной группе (p < 0,05). Это может быть связано с большей протяженностью эпидермиса над дефектом в контрольной группе ввиду большей площади самого дефекта.   
В подлежащей дерме у животных опытной группы, так же как и в контрольной группе, наблюдается замещение грануляций фиброзной тканью, но количество капилляров несколько меньше, что говорит о большей степени зрелости регенерата. Фиброзная ткань располагается поверхностно, занимая приблизительно 1/3 толщины дермы. Между коллагеновыми волокнами имеются большие промежутки. В регенерате выявляются воло-сяные фолликулы, сохранившие жизнеспособность под действием препарата торфа. Площадь сформированного регенерата в среднем составляет 1,491 ± 0,37 мм², что достоверно меньше, чем в контрольной группе (p < 0,05). Подобные результаты можно объяснить тканесохраняющим дейст-вием препарата торфа и уменьшением площади и толщины некроза по сравнению с заживлением под струпом.
Таким  образом, в нашем исследовании выявлено, что помещенный на ожоговую поверхность жидкофазный препарат торфа стимулирует про-цессы эпителизации, обладает тканесохраняющим эффектом и способствует формированию более полноценного регенерата.  В дальнейшем будет предпринято более детальное изучение динамики раневого процесса для определения воздействия препарата на процессы воспаления и формиро-вания грануляций.
Работа выполнена при поддержке РФФИ, грант № 06-04-08048.

Список литературы
1. О. В. Холмогорская, П. П. Иванищук. Морфологические особенности заживления ожогов у крыс в 0,9% растворе хлорида натрия. Актуаль-ные проблемы медицинской биологии. Сборник научных работ, посвящённый 65-летию открытия кафедры биологии в Сибирском медицинском университете. – Томск, 2002. – С. 36 – 39.
2. О. В. Холмогорская, П. П. Иванищук. Морфологические особенности эпителизации термических повреждений кожи у крыс при заживлении в 0,9% растворе хлорида натрия. Актуальные вопросы экспериментальной и клинической морфологии. Вып. 2. Сб. науч. трудов. – Томск, 2002. – С. 184 – 185.
3. Pempkowiak Janusz. Specral and anti-bacterial properties of fulvic acids isolated from
peat. PEAT 90 – Versatile Peat: Int. Conf. Peat Prod. And Use, Jyvaskyla, June 11-15,
1990. – Vol. 1. – Jyska, 1990. – P. 341.
4. Inglot A.D., Sobiech K.A., Zielinska-Jenczylik J., Sypula A., Majda J., Lorenc M. Development and disappearance of tolerance to induction of interferon and tumor necrosis factor response in athletes treated with natural immunostimulant.
Arch. Immunol. Ther. Exp. (Warsz) 1999; 47(4):237-244.