Сибирский государственный медицинский университет, г. Томск
Кафедра биофизики и функциональной диагностики
Эта работа опубликована в сборнике статей по материалам 70-й Юбилейной итоговой научной студенческой конференции им. Н.И. Пирогова (г. Томск, 16-18 мая 2011 г.), под ред. В. В. Новицкого, Л. М. Огородовой. − Томск: Сибирский государственный медицинский университет, 2011. − 430 с.
Актуальность: долгое время сероводород (H2S) рассматривался только как токсический газ, а предположения о его физиологической роли возникли только в последнее время. Было обнаружено, что высокие эндогенные концентрации сульфидов в крови и тканях мозга млекопитающих, обусловленные деятельностью трех ферментов (цистотионин-β-синтаза, цистотионин-γ-лиаза и 3-меркаптопируват-сульфуртрансфераза), играют важную роль в физиологических условиях и при патологических состояниях [1]. В центральной нервной системе H2S функционирует как нейромодулятор, но может выполнять и протекторную функцию при оксидативном стрессе. Установлено благотворное влияние доноров сероводорода при геморрагическом шоке, эндотоксемии, бактериальном сепсисе и асептическом воспалении [5].
В сердечно-сосудистой системе сероводород ингибирует пролиферацию гладкомышечных клеток (ГМК), модулируя МАРК-киназный сигнальный путь [4]. Н2S эффективно расслабляет гладкие мышцы кишечника, интактные и деэндотелизированные сосудистые сегменты, активируя либо АТФ-чувствительные, либо Са2+-зависимые калиевые каналы большой проводимости, либо потенциал-зависимые аминопиридин-чувствительные калиевые каналы [2]. По данным Kubo S., сероводород может вызывать и сокращение сегментов аорты крысы через изменение внутриклеточной концентрации цАМФ или активацию Cl/НСО3 обменника и ацидификацию цитоплазмы ГМК [3].
Возможно, разнонаправленность миогенного влияния сероводорода на гладкие мышцы зависит не только от его концентрации, но и от особенностей оперирования эффекторных систем в гладких мышцах.
Цель: исследование влияния сероводорода на электрическую и сократительную активность гладкомышечных клеток, вызванную биологически активными веществами.
Материал и методы: объектом исследования служили гладкомышечные сегменты мочеточника морской свинки. Для одновременного исследования их электрической и сократительной активности применяли метод двойного сахарозного моста. В качестве контрольного принимались амплитуда, длительность плато, осцилляции потенциала действия (ПД) и сократительный ответ сегмента гладкомышечных клеток (ГМК) мочеточника, индуцированные электрическим стимулом амплитудой 0.8-1.5 мкА.
Результаты: донатор сероводорода NaHS в концентрации 10 мкМ, к 10-ой минуте вызывал увеличение амплитуды сокращения ГМК мочеточника до 137,3±10,2% (n=18, р<0,05) относительно исходных значений в нормальном растворе Кребса. Увеличение концентрации NaHS до 100 мкМ приводило к снижению электротонов и увеличению амплитуды сокращения ГМК до 88,4±5,9% (n=24, р<0,05) и 180,0±15,2% (n=24, р<0,05), соответственно, от контроля. NaHS в концентрации 1000 мкМ вызывал увеличение амплитуды сокращения до 189,1±14,3%; снижение амплитуды ПД к 15-ой минуте составило 74,0±10,8%, увеличение длительности ПД до 126,3±4,29%, снижение количества осцилляций до 39,6±3,8% снижение электротонов до 84,9±9,3% (n=18, р<0,05).
Гистамин в концентрации 10 мкМ вызывал достоверное увеличение длительности плато ПД и амплитуды сократительного ответа ГМК мочеточника до 110,6±5,8% и 155,1±16,8% (n=21, р<0,05), соответственно, в сравнении с исходными значениями в нормальном растворе Кребса. В этих условия добавление NaHS (10, 100 и 1000 мкМ) приводило к изменению параметров электрической и сократительной активности. Наиболее значимые эффекты наблюдались при действии 1000 мкМ NaHS: снижение электротонов (88,4±5,0%), увеличение амплитуды сокращения (131,5±18,5%), увеличение ПД (119,6±2,3%), снижение количества осцилляций (47,4±9,4%, n=21, р<0,05).
Добавление в раствор Кребса 10 мкМ фенилэфрина приводило к увеличению длительности плато ПД и амплитуды сокращения. На этом фоне при добавлении NaHS (10, 100 и 1000 мкМ) наблюдалась тенденция к увеличению электротонов, длительности и амплитуды ПД. Амплитуда сокращений увеличивалась, максимальный эффект наблюдался при действии 100 и 1000 мкМ (191,7±15,8% и 192,7±16,8% соответственно, n=27, р<0,05), количество осцилляций снижалось при тех же концентрациях до 83,3±5,3% и 76,2±7,4%, соответственно, n=27, р<0,05).
Калиевая проводимость мембраны является одной из важнейших регуляторов электрической и сократительной активности ГМК. Для исследования роли калиевой проводимости в эффектах сероводорода использовался неселективный блокатор калиевых каналов тетраэтиламмоний (ТЭА, 5 мМ) и активатор аденилатциклазы форсколин.
Предобработка ТЭА (5мМ) приводила более чем к трехкратному увеличению амплитуды сокращения и двукратному увеличению амплитуды и длительности ПД. NaHS в концентрации 10 и 100 мкМ сохранял активирующие влияние на сокращение и ПД ГМК мочеточника. Но, предотвращал угнетающее влияние на сокращения донатора сероводорода в концентрации 1000мкМ после 15 минуты воздействия.
Одним из основных активаторов калиевой проводимости мембраны ГМК является цАМФ. Предобработка форсколином (0,5 мкМ), активатором аденилатциклазы (ферментом синтезирующим цАМФ) приводило к выраженному угнетению электрической (снижение длительности плато, снижение количества осцилляций) и сократительной (амплитуда сокращения) активности ГМК мочеточника. Добавление NaHS во всех концентрациях(10, 100 и 1000 мкМ) приводило восстановлению электрической и многократному усилению сократительной активности ГМК мочеточника. Активирующий эффект несколько снижался при длительном воздействии сероводорода (1000мкМ) на фоне форсколина, однако параметры и ПД и сокращения и в этом случае превышали контрольные параметры в растворе Кребса.
Выводы: таким образом, влияние сероводорода на электрические и сократительные свойства ГМК мочеточника не зависит от действия ФЭ и гистамина, но модулируется калиевой проводимостью мембраны. По-видимому, активирующие сокращения ГМК влияние сероводорода обусловлено его угнетающим воздействием на аденилатциклазу.
Список литературы:
1. Deiffenstein, R. J. Toxicology of hydrogen sulfide / R. J. Deiffenstein, W. C. Hulbert, S. H. Roth // Annu. Rev. Pharmacol. Toxicol. – 1992. – V. 32. – P. 109-134.
2. Jang, G. Direct stimulation of KATP channels by exogenous and endogenous hydrogen sulfide in vascular smooth muscle cells / G. Jang, L. Wu, W. Liang, R. Wang // Mol. Pharmacol. – 2005. – V. 68. – P. 1757-1764.
3. Kubo, S. Direct inhibition of endothelial nitric oxide synthase by hydrogen sulfide: contribution to dual modulation of vascular tension / S. Kubo, I. Doc, Y. Kurokawa, H. Nishikawa, A. Kawadata // Toxicology. – 2007. – V. 232. – P. 132-146.
4. Lim, J. J. Vasoconstrictive effect of hydrogen sulfide involves downregulation of cAMP in vascular smooth muscle cells / J. J. Lim, Y. - H. Liu, E. S. Win Khin, J. - S. Bian // Am. J. Physiol. Cell. Physiol. – 2008. – V. 295. – P. 1261-1270.
5. Lowicka, E. Hydrogen sulfide – the third gas of interest for pharmacologists / E. Lowicka, J. Beltowski // Pharmacol. Reports. – 2007. – V. 59. – P. 4-24.
|
