Особенностью современной оперативной гинекологии является широкое внедрение в практику диагностической и лечебной лапароскопии с использованием электрокоагуляции [1, 4]. В литературе широко представлены данные о влиянии монополярной коагуляции на маточные трубы, в частности развитие воспалительной реакции, поражение здоровых тканей [2], однако информации о состоянии яичников, особенно их генеративного и эндокринного аппарата, после данного метода воздействия недостаточно. До настоящего времени не разработаны эффективные методы коррекции поражения гонад вне зоны коагуляции.
В НИИ фармакологии ТНЦ СО РАМН разработан препарат асковертин, включающий в себя биофлавоноид диквертин и аскорбиновую кислоту в соотношении 1:2,5 (патент РФ № 2150282). Асковертин обладает мощными антиоксидантными и гемореологическими свойствами [3]. Сведения о применении данного препарата в послеоперационном периоде после эндоскопических операций на яичниках отсутствуют.
Цель настоящей работы - изучить динамику и морфофункциональные изменения основных структурно-тканевых элементов яичников при монополярной коагуляции и оценить возможность коррекции выявленных изменений асковертином.
Материал и методы. Эксперимент выполнен на 120-и белых беспородных половозрелых крысах-самках массой 180-200 г. Животным основной группы (n=45) проводили коагуляцию яичников игольчатым электродом диаметром 1 мм в 4-х точках (симметрично, исключая область ворот яичника) на глубину 1,5-2 мм по ограничителю (аппарат С-350 РЧ «Электропульс», Томск, регистрационный номер -42/99-1038-1411; сертификат соответствия № РОСС RU.ME41.B02148) в режиме контактной монополярной коагуляции мощностью 60 Вт. В течение 5-и сут животные получали асковертин в дозе 70 мг/кг (20 мг/кг диквертина и 50 мг/кг аскорбиновой кислоты) в 1%-й крахмальной слизи перорально; первое введение проводили за двое суток до операции. Животным группы сравнения (n=60) проводили только оперативное вмешательство. Контролем служили интактные крысы (n=15). Крыс выводили из эксперимента под эфирным наркозом с соблюдением правил работы с экспериментальными животными в стадию диэструса, которую определяли кольпоцитологически на 3, 5, 10, 15 и 30-есут после операции. Яичники фиксировали в жидкости Карнуа. Депарафинированные серийные срезы, толщиной 5-6 мкм, окрашивали гематоксилином и эозином, по Ван-Гизону. Подсчет примордиальных и растущих фолликулов, атретических фолликулов и тел, желтых тел проводили на серийных срезах через каждые 150-200 мкм ткани яичника. Материалы морфоколичественного анализа обрабатывали по правилам параметрической статистики с использованием t-критерия Стьюдента.
Для электронной микроскопии материал фиксировали в 2,5%-м глутаральдегиде, забуференном на 0,2 М какодилатном буфере (рН=7,2) по D.D. Sabatini, К. Bensch, R.J. Barrnett (1963) при температуре 4°С. Затем постфиксировали в 1%-м растворе четырёхокиси осмия в течение 4 ч, дегидратировали в спиртах возрастающей крепости и заливали в аралдит. Срезы, получали на ультратоме LKB (Швеция). Полутонкие срезы окрашивали толуидиновым синим, ультратонкие контрастировали уранилацитатом и цитратом свинца, изучали с помощью электронных микроскопов JEM-7A и JEM-100 CXII (Япония).
Результаты и выводы. На 3-5-е сут после операции в местах коагуляции были выражены очагово-некротические изменения яичников. Вокруг участка коагуляции формировалась зона асептического воспаления с выраженными экссудативными проявлениями. Наблюдалось застойное полнокровие вен и капилляров мозгового вещества яичника. В части сосудов - стаз, сладж форменных элементов, краевое расположение лейкоцитов и миграция их через сосудистую стенку в интерстиций, явления тромбоза. Растущие фолликулы подвергались некробиотическим изменениям, проявляющимся гомогенизацией ядерного материала овоцитов, гидропическими нарушениями их цитоплазмы. Часть клеток фолликулярного эпителия характеризовалась дискомплексацией, фрагментацией ядра и цитоплазмы. Наблюдалась миграция мононуклеаров в полость растущих фолликулов. Более устойчивыми к повреждению оказались примордиальные фолликулы, которые обнаруживались в непосредственной близости от зоны некроза.
Электронно-микроскопическое исследование яичников на 3-й сут после электро-коагуляции свидетельствстало о существенных изменениях ультраструктурной организации кровеносных сосудов вне зоны воздействия. В эндотелии капилляров, венул, артериол наблюдалось расширение цистерн эндоплазматической сети, набухание митохондрий с частичной деструкцией крист и просветлением матрикса. В цитоплазме - умеренное содержание микровезикул, единичные гранулы гликогена. В ядрах эпителиоцитов имела место прикраевая конденсация хроматина, многочисленные инвагинации ядерной оболочки в кариоплазму. Содержание микроворсинок на люминальной поверхности неравномерное. Базальная мембрана была, как правило, разрыхлена, отечна. В перицитах и гладких миоцитах также отмечались нарушения ультраструктуры органелл, появлялись миелиноподобные тела. В просвете сосудов микроциркуляторного русла часто наблюдались агрегация кровяных пластинок и сладж эритроцитов. В интерстициальной ткани коркового и мозгового вещества - довольно многочисленны макрофаги. Преобладали их активные формы, характеризующиеся обширными выростами цитоплазмы. В цитоплазме наблюдалось большое содержание вакуолей, первичных лизосом, различных по величине фаголизосом. В строме нередко встречались лимфоциты, контактирующие с адвентициальными клетками сосудов, макрофагами и эндокриноцитами. Достаточно редко обнаруживались нейтрофильные сегментоядерные лейкоциты. Более характерным было присутствие в перифокальной зоне эозинофильных гранулоцитов, цитоплазма которых заполнена специфическими гранулами, содержала многочисленные микровезикулы, а также мультивезикулярные тела.
На 10-15-е сут эксперимента выражен пролиферативный компонент асептического воспаления. Начинался процесс резорбции некротических очагов и замещение их грануляционной тканью. В перифокальной области имела место пролиферация соединительной ткани в корковом и мозговом слое яичников. Интерстициальные клетки укрупнены, цитоплазма содержала многочисленные вакуоли с липидными включениями. Ядра в болыпинствеклетокне видны либо подвергались сморщиванию и распаду. В части кровеносных сосудов мозгового слоя яичников отмечалась гиперемия, явления стаза, пристеночного тромбоза. В корковом веществе яичников были видны растущие фолликулы на различных стадиях развития, большинство - с признаками атрезии. Выражен цитолиз клеток желтого тела возле участковкоагуляции.
На 30-е сут после оперативного вмешательства участки коагуляции замещены рубцовой тканью. Гемодинамические изменения в корковом и мозговом веществе яичника сохранялись и проявлялись полнокровием, стазом форменных элементов, тромбообразованием. В корковом веществе яичников обнаруживалось небольшое количество растущих фолликулов. Некоторые из них достигали стадии граафова пузырька, однако обращали на себя внимание конденсация хроматина и распад ядер части клеток фолликулярного эпителия. Видны также тонкостенные полости с ровными четкими краями, выстланные однослойным плоским эпителием, являющиеся ретенционными кистами.
Морфоколичественный анализ показал, что монополярная коагуляция вызывала усиленный рост фолликулов в ранние сроки после операции, о чем свидетельствовало значимое увеличение среднего содержания в срезах вторичных и третичных фолликулов на 3-исут, достигая максимума к 5-мсут наблюдения (10,91±0,24 по сравнению с 7,11±0,48 у интактных крыс; р<0,05). Однако с 10-хсут содержание растущих фолликулов было аналогично таковому у интактных животных, ак 30-м резко снижалось (3,76+0,28). Содержание примордиальных фолликулов с 3-х сут после операции достоверно снижалось и составляло к 30-мсут 3,01±0,26 (контроль - 6,27±0,20; р<0,05). Очевидно, часть из них непосредственно повреждена в зоне монополярной коагуляции, часть подвергалась атрезии по причине реактивных и деструктивных изменений в перифокальной области, многие вступали в стадию роста. С 3-х сут наблюдения параллельно с ростом фолликулов увеличивалось содержание атретических фолликулов и тел до 11,86±0,26 при 4,08±0,04 в контроле (р<0,05). Этот процесс выражен на всем протяжении эксперимента и превалировал над процессами роста и созревания генеративных элементов. У 90% животных на 10-15-е сут кольпоцитологическая картина свидетельствовала об удлинении диэструса, что, видимо, обусловлено процессом атрезии фолликулов в яичниках.
Стимуляция роста фолликулов в ранние сроки после операции вела к кратковременному увеличению содержания желтых тел на 3-5-е сутки наблюдения (7,94±0,39 при 3,94±0,32 в контроле, р<0,05), затем их количество снижалось.
Назначение комплекса диквертина и аскорбиновой кислоты приводило, в первую очередь, к уменьшению выраженности гемодинамических нарушений. Сосудистые расстройства были умеренными и менее продолжительными. Уменьшалась зона перифокального асептического воспаления. К 30-мсут большинство генеративных элементов яичников имело нормальное строение, количество вторичных и третичных фолликулов ниже, чем у интактных животных, однако достоверно выше, чем в группе сравнения, и составляло 5,69±0,40 в срезе. Содержание атретических фолликулов и тел к 30-мсут наблюдения соответствовало таковому у интактных крыс (4,86±0,22). Количество примордиальных фолликулов в яичнике после операции на фоне введения асковертина достоверно снижалось, но их содержание выше, чем у животных группы сравнения (4,74±0,10).
Таким образом, монополярная коагуляция яичников вызывает развитие перифокального асептического воспаления, выраженные гемодинамические сосудистые нарушения вне зоны термического воздействия, дегенерацию растущих фолликулов, усиление атретических процессов. С одной стороны, это может быть обусловлено непосредственным повреждающим действием электрического тока. С другой стороны, гемодинамическая и воспалительная реакция в перифокальной области вызывает изменения в соматическом окружении фолликулов, что создает предпосылки для усиления данных процессов. На фоне приема асковертина содержание растущих фолликулов выше, чем вгруппе сравнения; параллельно выражено уменьшение процессов атрезии. Возможно, эффекты препарата могут реализоваться за счет нормализации микроциркуляции и снижения процессов ПОЛ в яичнике, что отражается на функционировании ово-соматических гистионов. Применение асковертина патогенетически обосновано при операциях на яичниках.