Известно, что вероятность распространения и течения  инфекции во многом зависит от того, как функционируют иммунокомпетентные клеточные системы организма. Особый интерес представляет структурно-функциональное состояние печени – органа, где задерживается до 90-95 % всех микроорганизмов, попавших в кровь, а также сосредоточено до 70% клеток ретикулоэндотелиальной системы и системы мононуклеарных фагоцитов организма. На повреждение и/или инфицирование тканей в организме человека разворачивается сложная многокомпонентная последовательность реакций, направленных на предотвращение дальнейшей тканевой деструкции, изоляцию и уничтожение патогена, активацию репаративных процессов и восстановление гомеостаза. Инициация и основные этапы развития воспалительного ответа контролируются цитокинами, которые продуцируются макрофагами, нейтрофилами и Т-клетками в ответ на стимуляцию бактериальными антигенами. В воспалительных реакциях цитокины играют защитную роль, поскольку обеспечивают направление в очаг инфекции эффекторных клеток, стимулируют их фагоцитарную, бактерицидную активность, индуцируют запуск антигенспецифического иммунного ответа, что в совокупности способствует элиминации патогена.  Кроме того, при общетиповой  направленности воспалительного процесса всегда представляют интерес как индивидуальная реакция организма на инфицирование, так и особенности этого процесса в разных органах и тканях.
Цель исследования: анализ состава клеточных инфильтратов в печени и изучение динамики содержания про- и противовоспалительных цитокинов в сыворотке крови экспериментальных животных в динамике инфекционного процесса при заражении животных S.aureus.
Материалы и методы исследования. Экспериментальное исследование проведено на 150  крысах-самцах Вистар, которым внутрибрюшинно вводили суточную культуру    S. aureus в объеме 1мл в концентрации 1•109 микробных клеток на животное. В качестве контрольной группы использованы крысы (n=10), которым внутрибрюшинно вводили 1 мл стерильного физиологического раствора. Через 3, 6, 12 часов и 1, 2, 3, 7, 9 суток животных выводили из эксперимента, забирали печень и кровь. Кровь экспериментальных животных после мгновенной декапитации под эфирным наркозом собирали в сухие центрифужные пробирки, отстаивали 1 час при комнатной температуре и 1 ч при t=+4°С. После центрифугирования в течение 10 мин при 3000 об/мин получали сыворотку, которую замораживали и хранили при t=–20?С до момента определения цитокинов. Определение концентрации цитокинов (ИЛ-1?, ИЛ-4) в сыворотке крови экспериментальных животных проводилось на тест системах производства BioSource International, Inc для определения цитокинов у крыс по инструкции производителя. Сывороточную концентрацию цитокинов выражали в пикограммах в миллилитре (пг/мл). Ткань печени взвешивали, измельчали, растирали в ступке со стерильным стеклом в физиологическом растворе из расчета 1:10. Материал центрифугировали при 3000 об/мин в течение 10 минут. Надосадочную жидкость разводили далее в 100 раз и по 0,1 мл наносили на желточно-солевой агар (ЖСА) в чашках Петри с последующим втиранием материала шпателем для получения сосчитываемых колоний. Посевы на ЖСА инкубировали при температуре +37?С в течение 24 часов. После учета выросших колоний производили пересчет их количества на 1 г исследуемого материала, для чего учитывали степень разведения и величину посевной дозы. Количество выделенных микробов выражали в колониеобразующих единицах в 1 г материала (КОЕ/г).
    Для приготовления гистологических срезов ткань печени фиксировали в нейтральном формалине, проводили в серии спиртов возрастающей концентрации, изготавливали парафиновые блоки и срезы, окрашивали их гематоксилином и эозином. Клеточный состав инфильтратов печеночной ткани изучали при увеличении в 900 раз. В каждом срезе подсчитывали по 500 клеток. Общее количество подсчитанных клеток принимали за 100% и вычисляли процентное содержание клеточных элементов: макрофагов, лимфоцитов, нейтрофилов, плазматических клеток, эозинофилов. Полученные данные обработаны статистически с выявлением средней ошибки.
Результаты исследования. Бактериологическое исследование гомогенатов печени показало, что реакция животных на введенный микроб существенно различалась. Было выявлено наличие S. aureus во всех образцах печени, при этом у животных отмечена различная  концентрация возбудителя и скорость элиминации его из печени.  Вследствие этого для дальнейшего анализа результатов всех животных, взятых в эксперимент, разделили на 2 группы. Через 1 час после заражения концентрация микроба в печени у животных 1 группы (n=50) была в 2 раза выше, чем у животных 2 группы (4350±565 КОЕ/г и 2295±55 КОЕ/г соответственно). Через 3 часа опыта содержание стафилококка в печеночной ткани животных 2 группы (n=100) уменьшилось до 150±18 КОЕ/г, что значительно ниже концентрации микроба в 1 группе (940±70 КОЕ/г) на том же сроке исследования. У животных 2 группы через 6 часов опыта отсутствовал рост стафилококка, у животных 1 группы микроб перестал выделяться только через 1 сутки. При изучении клеточного состава инфильтратов  печени  выявлены следующие изменения: у животных 1 группы количество нейтрофилов возрастало с 5,6±1,5 через 3 часа опыта до 12,8±1,05 через 12 часов, что значительно превышало показатели контрольной группы (0,4±0,14).  Затем их число уменьшалось ко 2 суткам до 2,5±0,58, на 3 сутки исследования их количество составило 2,7±0,62, и на 9 сутки - 0,75±0,12 клеток.
    Количество эозинофильных лейкоцитов через 3 часа от начала исследования составило 11,7±1,17 (в группе контроля - 8,2±1,0). Начиная с 6 часов исследования, наблюдалось их снижение до 7,2±1,6, к 12 часам - до 5,8±1,6. С 24 часов опыта происходило увеличение числа эозинофилов (6,4±0,9), на 3 сутки - повторное снижение до 3,4±0,86. К 9 суткам их количество составило 2,8±0,42 клеток. Количество плазматических клеток через 3 часа составило 2,2±0,6, максимальное их содержание было через 12 часов - 11,6±1,17, а затем происходило постепенное снижение к 48 часам до 5,5±1,6, на 3 сутки - до 1,7±0,28. Количество плазматических клеток на 9 день исследования составило 0,75±0,18. В контрольной группе животных количество плазмоцитов составило 0,52±0,1 клеток. Динамика содержания макрофагов и лимфоцитов 1 группы животных следующая: в сравнении  с контрольными показателями (макрофагов 57,9±1,5, лимфоцитов 32,9±1,0) количество макрофагов через 3 часа после введения тест микроба составило 36,4±3,5, через 12 часов эксперимента снизилось (27,7±1,4). Через 1 сутки наблюдалось их постепенное увеличение (39,8±3,05) и к 9 суткам количество макрофагов составило 40,3±4,05. Численность лимфоцитов, напротив, была выше контроля в начале исследования (41,2±1,83), продолжала нарастать в ходе эксперимета, достигнув максимума на 7 сутки - 58,3±2,6 и сохраняя высокий уровень до конца исследования (на 9 сутки - 55,4±3,7). Клеточный состав инфильтратов печени 2 группы животных характеризовался максимальной концентрацией нейтрофилов через 6 часов после заражения (5,9±1,53), далее их количество постепенно снижалось и к 9 суткам составило 0,4±0,14.  Во 2 группе животных также отмечено высокое содержание эозинофилов к 12 часам (21,0±0,6) в отличие от 1 группы (5,9±1,6), где число эозинофилов было максимальным только в первые 3 часа опыта (11,7±1,1). В последующие сроки наблюдения отмечается снижение количества эозинофилов во 2 группе в сравнении с контрольными показателями (8,2±1,0). К 9 суткам исследования их количество было равно 1,6±0,18. При этом количество плазматических клеток через 3 часа было в 2,5 раза больше, чем в 1 группе, максимальное содержание -  через 6 часов (8,9±3,52), постепенное снижение к 7 суткам (1,7±0,6) и к 9 суткам увеличение до 2,7±1,86.
   Доля макрофагов и лимфоцитов в инфильтратах печени животных 2 группы в сравнении с 1 группой существенно не  различалась. Изучение содержания провоспалительного ИЛ-1? в сыворотке крови экспериментальных животных 1 группы  показало, что через 3 часа после введения тест-микроба его концентрация увеличилась до 27,4±2,6 пг/мл, что несколько выше, чем у контрольных животных (22,8?1,6 пг/мл). К 6 часам исследования концентрация ИЛ-1? снизилась до 24,1?1,6 пг/мл. К 12 часам эксперимента наблюдалось увеличение уровня ИЛ-1? в сыворотке крови до 25,3?1,6 пг/мл. К 1 суткам исследования уровень ИЛ-1? снизился до 20,8?1,6 пг/мл. Через 2 суток эксперимента уровень ИЛ-1? снова увеличился до 24,1±1,6 пк/мл, к 3 суткам снизился до 17,9?1,6 пг/мл. К 7 суткам исследования наблюдалось повторное повышение концентрации ИЛ-1? в сыворотке крови до 22,8?1,6 пг/мл, к 9 суткам снижение до 21,6?1,6 пг/мл. У животных 2 группы уровень ИЛ-1? в сыворотке крови через 3 часа от начала исследования составил 19,7±0,8 пг/мл. К 12 часам снизился – до 13,5?0,8 пг/мл. Через 1 сутки после введения тест-микроба концентрация ИЛ-1? в сыворотке крови увеличилась до 14,7?0,8 пг/мл. Через  3 суток наблюдалось снижение уровня ИЛ-1? до 11,8?0,8 пг/мл. К 9 суткам концентрация ИЛ-1? достигла 12,6?0,8 пг/мл.
  Концентрация противовоспалительного цитокина ИЛ-4 в сыворотке крови экспериментальных животных 1 группы через 3 часа после введения тест-микроба составила 12,7±0,6 пк/мл, что несколько выше, чем у животных контрольной группы  - 9,8±1,0 пг/мл. К 6 часам исследования наблюдалось резкое снижение уровня ИЛ-4 в сыворотке крови до 4,7±0,6 пг/мл. Начиная с 12 часов эксперимента, наблюдалось увеличение концентрации ИЛ-4 в сыворотке крови до 5,1?0,6 пг/мл, к 1 суткам исследования концентрация ИЛ-4 составила 6,5?0,6 пг/мл. Через 3 суток уровень ИЛ-4 увеличился до 7,2±0,6 пг/мл. К 7 суткам эксперимента снизился до 3,9?0,6 пг/мл, затем к 9 суткам наблюдалось повторное увеличение уровня ИЛ-4 до 4,8±0,6 пг/мл. Уровень содержания ИЛ-4 у животных 2 группы показал, что в сыворотке крови через 3 часа опыта составил 4,7±0,4 пк/мл, что несколько ниже, чем у животных контрольной группы. К 6 часам эксперимента наблюдалось резкое снижение уровня ИЛ-4 в сыворотке крови до 2,6±0,4 пг/мл. К 12 часам исследования концентрация ИЛ-4 достигла  уровня 2,6±0,4 пг/мл. К 3 суткам уровень ИЛ-4 в сыворотке крови снова увеличился до 3,4±0,4 пг/мл. Через 7 суток исследования уровень ИЛ-4 снизился до 2,1?0,4 пг/мл. К 9 суткам наблюдалось повторное увеличение уровня ИЛ-4 в сыворотке крови до 3,3?0,4 пг/мл.
Выводы. Выявлено 2 типа реагирования животных на инфицирование: в 1 группе отмечено длительное нахождение тест-микроба и высокое его содержание в образцах печени, 2 группа отличалась, соответственно, быстрой элиминацией микроба и меньшим его содержанием в органе. Животные после заражения S.aures при общей реакции иммунной системы по гуморальному типу различались по скорости развития воспалительной клеточной реакции: так, в 1 группе животных происходило медленное нарастание числа плазматических клеток, но более эффективное изменение количества нейтрофилов. У животных 2 группы, напротив, медленнее нарастало число нейтрофилов в отличие от плазматических клеток - количество плазмоцитов  было максимальным  уже  через 3 часа после инфицирования. Несмотря на такие различия между животными 1 и 2 групп, цитокиновый профиль характеризовался  некоторыми общими закономерностями. Уровень ИЛ-1? в сыворотке крови 1 группы животных был выше или на уровне контрольных значений, животные 2 группы характеризовались, напротив, низкими значениями ИЛ-1?. Концентрация ИЛ-4 в сыворотке крови животных 1 группы была выше контрольных значений через 3 часа исследования, в остальное время она была ниже или на уровне контроля. Животные 2 группы характеризовались низкими значениями ИЛ-4.
    Анализируя элиминацию тест-микроба, изменения количества клеточных элементов в печеночной ткани, а также концентрацию про- и противовоспалительных цитокинов, можно сделать вывод, что ответная реакция со стороны клеток иммунной системы на бактериальную агрессию  носит двухвариантный характер. Несмотря на интенсивную миграцию нейтрофилов, у животных 1 группы наблюдается увеличение концентрации микроба в печеночной ткани через 3 часа после заражения и более длительное его нахождение в органе (в течение 1 суток). У животных 2 группы, напротив, менее эффективная миграция нейтрофилов, но достаточно большое количество эозинофилов к 12 часам и плазматических клеток к 6 часам опыта, совпадающее со сроком элиминации возбудителя. В ответ на действие патогена реакция организма зависит от продукции и соотношения концентраций про- и противовоспалительных цитокинов. В данном эксперименте именно во 2 группе преобладает концентрация, а, следовательно, и влияние провоспалительного цитокина ИЛ-1? на течение воспалительной реакции и элиминацию инфекционного агента.