Эта работа опубликована в сборнике научных трудов «Актуальные проблемы биологии, медицины и экологии» (2004 год, выпуск 1), под редакцией проф., д.м.н. Ильинских Н.Н. Посмотреть титульный лист сборника

    Цитогенетическое обследование инфекционных больных показало, что наибольшие изменения в хромосомном наборе наблюдаются в первые дни болезни. Однако через неделю после начала болезни уровень нарушений в культуре лейкоцитов больных заметно снижается (у больных корью), а у больных скарлатиной происходит полная нормализация хромосомного набора. Эти данные свидетельствуют о важности сроков взятия крови для цитогенетического исследования. Известно, что период циркуляции лейкоцитов крови колеблется от нескольких часов до нескольких суток (Тотолян А.А., Фрейдлин И.С.,1999). Вполне возможно, что в тех случаях, когда не обнаружено каких-либо отклонений от нормы в уровне цитогенетических нарушений, были упущены сроки возрастания числа аберраций в лейкоцитах крови. Показано, что аберрантный митоз в основном протекает с обычной скоростью (Епифанова О.И.и др.,1983; Епифанова О.И.,1997),но образующиеся в результате его дочерние клетки теряют способность к размножению и прекращают деление в течение одной или нескольких клеточных генераций (Puck T.T.,MarkusP.T.,1956;PuckT.T.,1958). Ш.Ауэрбах(1978) подразделяет процесс восстановления клеточной структуры ткани на два периода, различные как по времени появления, так и по вовлекаемым механизмам. В течение первого (после воздействия мутагенного фактора) клеточного цикла доминирует внутриклеточное восстановление генетических структур, в то время как в последующее время основную роль играет исчезновение аберрантных клеток в результате их репродуктивной гибели. В инфекционном кариопатогенезе в восстановлении цитогенетической нормы значительное место следует отвести Т-системе иммунитета, призванной не только защищать организм от инфекции как таковой, но и элиминировать цитогенетически измененные клетки. При этом процесс "узнавания" этих клеток связан с маркерными антигенами, возникающими в результате взаимодействия вируса с клеткой (Кауфман Р.С., Филдс Б.Н.,1989). Таким образом, восстановление цитогенетической нормы может проходить на молекулярном, внутриклеточном, тканевом и организменном уровнях.
   W.Никольс и др. (Nichols W.W. et аl.,1964, 1965) обследовали четыре группы детей, иммунизированных против кори. Наиболее высокий уровень хромосомных нарушений (28%) наблюдали у чувствительных к кори детей. У иммунных детей частота хромосомных нарушений в ответ на вакцинный вирус соответствовала контрольному уровню. Можно предполагать, что вакцинные штаммы из-за аттенуации не в полной мере проявляют мутагенные свойства.
   В.В.Вашкова (1966) не обнаружила мутагенных свойств в опытах in vitro у инактивированного вируса, классической чумы птиц, тогда как нативный вирус обладал значительными мутагенными потенциями. Аналогичная картина наблюдалась с вирусом болезни Ньюкасла и вирусом клещевого энцефалита (Вашкова В.В., 1965, 1966; Вашкова В.В., Жданов В.М., 1966; Гордеева Н.И.,1979). Рэпп и Хсю (Rapp, Hsu, 1965) при использовании инактивированного,УФ-лучами вируса простого герпеса показали, что последний не вызывает увеличения числа клеток с хромосомными нарушениями, тогда как живой вирус мог индуцировать повреждения хромосом. Как показывают наши результаты (Н.Н.Ильинских и др. 1968, 1982, 2002)   живой вакцинный штамм вируса кори (Л-16) не вызывал существенных изменений в хромосомном наборе лейкоцитов крови здоровых детей, вакцинированных этим вирусом, аналогичный эффект был установлен и для инактивированной вакцины против клещевого энцефалита.   Однако при введении в  культуры лейкоцитов от здоровых доноров  вирус кори индуцировал значительное число хромосомных аберраций. Более высокая спонтанная частота хромосомных нарушений в клетках in vitro   по сравнению с таковой in vivo обычно объясняется влиянием неблагоприятных факторов при культивировании (Прокофьева-Бельговская А.А., 1969).
   По-видимому, действие инфекционных агентов на генетические структуры клеток вне организма имеет определенные отличия от воздействия на клетки целостного организма (Керкис Ю.Я., Логвинова В.В.,1963; Авакова А.А.,1972; Бужиевская Т.И.,1984). При действии инфекционных агентов на человека и животных их мутагенный эффект опосредуется организмом, в то время как клетки в культуре находятся "один на один" с вирусом. Известно, что даже такой неспецифический мутаген, как радиация, вызывает значительно большее число повреждений хромосом в клетках in vitro , чем in vivo (Митрофанов Ю.А.,1994; Воробцова И.Е. и др.,2001).  Установлено, что большое значение имеет физиологическое состояние клетки, которое может модифицировать действие мутагенных факторов. Показана четкая зависимость мутагенной чувствительности клеток от активности процессов репарации (Дубинин Н.П., Засухина Г.Д.,1975; Засухина Г.В.,1983). Существование у млекопитающих восстановительных систем, действующих на уровне целого организма, заставляет предполагать более высокую мутагенную чувствительность клеток in vitro (Логвинова В.В., Керкис Ю.Я.,1967;Захаров И.А.,1976; Ильинских Н.Н. и др.1990).
Исследования Полаca c соавт.(Thadani M.A.,Polasa H.,1979;  Pathki V.K.,Polasa H.,1988) установили, что инактивированный ультрафиолетовыми лучами или формальдегидом вирус гриппа А2 Ноng Kong/68 вызывает хромосомные аберрации в сперматогониях зараженных мышей, кроме того, нарушения хромосом зарегистрированы и при введении мышам вируса гриппа типа С, нереплицирующимся в организме мышей (Thadani M.A.,Polasa H.,1979).Наши исследования показали (Н.Н.Ильинских и др. 1968, 1982, 2002)   что инфицирование вирусом кори (штамм Л-16) взрослых мышей, которые не способны поддерживать в должной мере репродукцию этого вируса, приводит к резкому увеличению, числа клеток с хромосомными аберрациями. Это свидетельствует о том, что резистентность организма (непермиссивная система) не является барьером для мутагенного действия инфекционных факторов. Так, С.С.Малюта и С.М.Гершензон с соавт.(1969,1972,1976) определили, что вирусы гриппа, полиомиелита, Коксаки, саркомы Рауса и радужного вируса долгоножки вызывают у дрозофилы рецессивные летальные мутации, сцепленные с полом. Еще раньше было показано, что вирус кори способен вызывать повреждения хромосом в течение первых суток в культуре клеток из почки мышей, хотя и не размножался в них (Mauler R., Hennessen W.,1965). Способность вызывать цитогенетические аберрации в непермиссивных клеточных системах была установлена и для других вирусов(Медведева М.Н.,1971;Соловьев В.Д., Хесин Я.Е. и др.,1979; Бужиевская Т.И.,1984). Установлено, что вирусы могут индуцировать мутации некоторыми компонентами, входящими в состав вириона (Александров Ю.Н., Гершензон С.М.1985; Гершензон С.М.,1996). В этом случае действие инфекционных агентов сходно с мутагенной активностью некоторых высокополимерных молекул - ДНК или РНК, для которых характерно: индукция генных мутаций; замедленность мутагенного действия; высокая избирательность и специфичность поражений (Гершензон С.М.,1970;Кузнецова Г.И.и др.1976; Малюта С.С.,1985; Айзензон М.Г.,Александров Ю.Н.,1990).
   Анализ типов хромосомных аберраций показал, что под действием различных инфекционных агентов преимущественно возникают одиночные хроматидные делеции. Они представляют собой истинные хро-матидные фрагменты и, как показывает тщательный G-анализ хромосом пораженных метафаз, не являются результатом слияний дистальных фрагментов сестринских хроматид после возникновения изолокусных разрывов. Аналогичные образования терминальных хроматидных разрывов и отсутствие соединения сестринских хроматид были описаны в облученной культуре клеток млекопитающих и в культуре лейкоцитов человека, обработанных химическими мутагенами, действующими на предшественники ДНК (Bender M.A., 1964; Nichols W.W. et al., 1969;Дубинин Н.П.,1978;Evans H.J.,1985; Коггл Д.,1986). Имеются данные, убедительно доказывающие, что в культуре клеток человека и животных под влиянием мутагенов образуются главным образом хроматидные делеции. Большинство изученных вирусов обладают сходным действием (Sitsh H.F., Yohn D.S.,1970;Ильинских Н.Н.,1976;1982; Фролов А.К.и др.,1993).
Факты показывают, что при воздействии мутагенов в фазе G1 наблюдаются перестройки хромосомного типа. При действии мутагенов в фазе S поражается одна матрица ДНК хромосомы. При этом в ходе репликации в комплементарной нити индуцируется разрыв. При действии индуктора в конце стадии синтеза (S) или же в постсинтетической (G2 ) стадии появляются хроматидные перестройки. Исходя из этого, можно было предполагать, что инфекционные агенты проявляют мутагенное действие в S или G2 стадии клеточного цикла, поскольку у больных и вакцинированных, а также при инфицировании культур клеток и животных наблюдаются преимущественно хроматидные разрывы. К такому же выводу пришла В. В. Вашкова (1966) при изучении влияния миксовирусов на хромосомы и митотическую активность клеток в культуре. Однако известно, что лейкоциты периферической крови находятся до инкубации с фитогемагглютинином в G0 или G1 стадии клеточного цикла и воздействие на них инфекционных агентов в организме больного должно приводить к появлению хромосомных разрывов (Дубинина Л.Г.,1977). Исходя из этого приходится предполагать, что все видимые повреждения   хромосом в лейкоцитах крови больных или вакцинированных лиц возникают в процессе инкубации клеток, то есть вне организма хозяина. Можно также предполагать, что инфекционные агенты вызывают потенциальные повреждения хромосом, которые реализуются в стадии синтеза в хроматидные разрывы (Джемилев З.А., 1970).
Интересны результаты опытов, поставленных с плазмой крови больных дизентерией(Ильинских Н.Н.,1974,1976). Поскольку дизентерийные бактерии локализуются в кишечнике человека и в крови циркулируют их антигены (ЛПС), токсины, то возможно предположить,что мутагенными свойствами обладают продукты их жизнедеятельности, находящиеся в плазме крови. Это подтверждается тем, что добавление плазмы крови больных дизентерией в культуру лимфоцитов здоровых доноров приводит к достоверному увеличению числа клеток с хромосомными нарушениями. Однако при реципрокном опыте, когда к отмытым лейкоцитам больных добавляли плазму крови здоровых доноров, не наблюдалось существенного снижения числа клеток с хромосомными нарушениями. Это может свидетельствовать о том, что некоторые хромосомные повреждения возникают еще в лейкоцитах циркулирующей крови, то есть в организме больного, и реализуются в основном как хроматидные разрывы.
В настоящее время установлено, что характер действия мутагенов зависит от внутриклеточных условий, которые могут менять сроки фиксации мутаций. Известно, что некоторые мутационные изменения могут переживать несколько клеточных генераций и только после этого реализовываться (Дубинин Н.П.,1978). Такие мутации, например, могут вызывать некоторые алкилируюшие соединения, их называют мутагенами с "задержанным" действием (Акифьев А.П.,1985; Айала Ф.,Кайгер Д.,1988).
   Многие авторы указывают на важность изучения хромосомного набора лейкоцитов периферической крови после 48-55 часа культивирования, поскольку клетки в этот период находятся в первом делении (Бочков Н.П.,1974). При этом наблюдается большее число хромосомных нарушений, чем после культивирования в течение 72 часов, за счет элиминации некоторых типов аберраций из клеток при делении, гибели аберрантных клеток при задержке их вступления в следующий митоз (Sasaki M.S.et al.,1967). Как известно, хроматидные фрагменты в большинстве случаев удерживаются в метафазе рядом с сестринскими хроматидами и при расхождении последних могут уноситься вместе с ними в анафазное ядро и выявляться во втором митозе как размножившиеся аберрации. Способность фрагментов к ауторепродукции в ядре, а также возможность их успешного размножения в течение нескольких клеточных циклов показаны на клетках   Crepis capillaris , выращиваемых в растворе колхицина (Митрофанов Ю.А.,1994). Следует отметить, что при цитогенетическом анализе культуры лейкоцитов, фиксированных через 48-55 часов инкубации с фитогемагглютинином, как правило, наблюдалось параллельное увеличение числа хроматидных и хромосомных разрывов. Поскольку источником тех и других могут служить потенциальные изменения хромосом, сохраняющиеся в лейкоцитах периферической крови в течение определенного срока, то вполне понятно сопряженное увеличение числа хромосомных и хроматидных нарушений. Вероятно, вследствие асинхронности синтеза ДНК в различных тканях и в отдельных хромосомах клетки, потенциальные изменения, вызываемые инфекционными агентами в синтетический период, возникают как на хроматидном, так и на хромосомном уровне (Прокофьева-Бельговская А.А.,1969). Возможно, что в первом случае большая часть потенциальных повреждений действительно реализуется только при вступлении клетки в митоз, как это происходит с повреждениями, возникающими в период G2 . Однако повреждения в нереплицированных хромосомах реализуются вскоре после их вступления в процесс репликации.
  Никольс и др. (Nichols W.W.  et аl., 1962), а затем Аула (Аula P.,1963-1965) впервые обратили внимание, что при коревой инфекции возникают так называемые изохроматидные разрывы, характеризующиеся полным разрывом одной хроматиды и образованием перетяжки в том же локусе сестринской хроматиды.
При введении токсина стрептококка - стрептолизина-0 в культуру лимфоцитов отмечен подобный же эффект. В некоторых случаях наблюдалось полное отделение обоих фрагментов и фенотипически эти де-леции имели полное сходство с разрывами хромосомного типа. Однако, поскольку время экспозиции культуры со стрептолизином-0 ограничивалось 4 часами, то, исходя из данных о продолжительности клеточного цикла, инкубации с мутагеном, сроков фиксации клетки и преобладающего типа перестроек, можно с большой уверенностью предположить, что повреждающее действие стрептолизина-0 происходит в постсинтетической стадии (G2) клеточного цикла. Аналогичный вывод возможно сделать и относительно кариопатогенного действия токсоплазмина  и туберкулина. Вирусы же на ранних этапах инфекционного процесса в условиях in vitro способностью вызывать изменения в числе и структуре хромосом не обладали. Это, по-видимому, свидетельствует в пользу предположения о том, что  кариопатогенное действие невирусных агентов связано с наличием в продуктах их жизнедеятельности веществ обладающих прямым повреждающим действием  ядерных структур клеток хозяина, вирусы же индуцируют нарушения в числе и структуре хромосом только в процессе репликации, поскольку инактивированные вирусы не вызывают повышения числа клеток с цитогенетическими нарушениями.
  Следует отметить, что в отличие от данных приведенных ранее авторов (Nichols W.W. et аl.,1962; Aula P, 1963-1965) нами при коревой инфекции не обнаружено изохроматидных разрывов. Трудно определить, имеются ли среди зарегистрированных аберраций хромосомного типа аберрации изохроматидного происхождения. Возможно, что часть изохроматидных разрывов регистрируется как хроматидные делеции, так как в своем крайнем варианте, когда оба изолокусных фрагмента лежат отдельно от хромосомы, они ничем не отличаются от разрывов хромосомного типа (Немцова Л.С., 1970; Фогель Ф.,Мотульски А., 1989).
При цитогенетическом анализе последствий инфекционного мутагенеза наряду с возрастанием количества разрывов статистически достоверно увеличивается число клеток с транслокационными перестройками хромосом. Наиболее часто обнаруживались дицентрические хромосомы и реже - хромосомные симметричные обмены и, кольцевые хромосомы. Обмены хроматидного типа наблюдались чрезвычайно редко. Поскольку одиночные хроматидные разрывы обнаруживались наиболее часто, то возможно, что механизм возникновения транслокаций и разрывов при действии инфекционных факторов различен. По мнению ряда авторов, появление перестроек хромосом имеет в своей основе обменный механизм, близкий к кроссинговеру, осуществляющийся в местах контакта хромосомных нитей (Revell S.H.,1959). Предложена фрагментационная гипотеза, согласно которой независимо образующиеся фрагменты остаются в виде концевых делеций или вступают друг с другом в случайные соединения (Stadler L.J.,l931; Sax K., 1938, 1942).      
Поскольку при действии инфекционных факторов появляется большое количество фрагментов, чрезвычайно редко вступающих в обмен, можно предположить, что концы этих фрагментов как бы быстро "заживляются", не вступая в обмены. В настоящее время доказано, что структурные нарушения реализуются благодаря взаимодействию первичных повреждений с репарационными системами клетки (Засухина Г.Д., Синельщикова Т.А.,1993). Достаточно сказать, что 40-60% ДНК E.coli несущей повреждения, может быть "вырезано" из ДНК специфическими нуклеазами, а затем встроены в ходе репаративной репликации с восстановлением структуры клетки (Ивенс Х., 1966). Доказано, что активность репаративных систем клетки играет огромную роль в ликвидации последствий инфекционного мутагенеза (Засухина Г.Д., 1979).
В большинстве исследований отмечается, что наряду с разрывами и обменами инфекционные агенты индуцируют пробелы хромосом. Некоторые авторы вообще поставили под сомнение возможность объективного учета перестроек такого типа.  Предложено принимать за реальные разрывы только те случаи, когда фрагмент лежит в стороне от хромосомы (Revell S.H.,1959). Б.Н. Сидорову и Н.Н. Соколову (1964) на растительном объекте удалось показать при анализе частоты хромосомных аберраций во втором К-митозе, что пробелы не представляют собой потенциальные разрывы. Вероятность образования пробелов обусловлена спецификой объекта. Хроматидные аберрации во втором митозе объясняются некоторыми авторами реализацией части пробелов (Dischner E., Sparrow A.K.,1967). Шейд и Праут (Sheid W., Praut H., 1970) при изучении изолированных хромосом Vicia faba с помощью люминесцентной микроскопии изучили состояние ДНК в местах пробелов хромосом. По их мнению, пробелы могут быть трех типов: настоящие разрывы хромосом; потеря способности ДНК хромосом окрашиваться; деспирализация участков хромосом.
Как свидетельствуют полученные нами данные, возрастание числа хромосом с разрывами шло параллельно увеличению числа хромосом с пробелами. При этом в большинстве случаев оба типа изменений локализовались преимущественно в одних и тех же районах хромосом, что говорит о том, что в условиях образования пробелов и разрывов в случае инфекционного мутагенеза имеется много общего. По одной из гипотез (Nichols W.W., 1973) причиной нарушений является конкуренция между паразитом и клеткой хозяина за предшественники ДНК или другой компонент хромосом. При этом отмечается локальная утрата части ДНК хромосом, по-видимому, в местах наиболее активного размножения паразита в данный момент времени. Согласно данным X.Ивенса (1966), пробелы хромосом возникают в стадии G2 клеточного цикла. Следовательно, если возрастание числа хроматидных разрывов и пробелов указывает на то, что изменения в хромосоме возникли в G2 или S стадии, то увеличение числа хромосомных разрывов и обменов свидетельствует о чувствительности стадии G1 - клеточного цикла к действию инфекционных агентов. Таким образом, инфекционные агенты могут оказывать мутагенное действие на все стадии клеточного цикла, что свидетельствует о том, что их влияние не ограничивается каким-либо одним механизмом, а весьма разнообразно и многогранно.
В культуре лейкоцитов и в костном мозге мышей, инфицированных вакцинным штаммом вируса кори, обнаружены клетки с крайней степенью фрагментации хромосом - их пульверизацией. Феномен пульверизации впервые был описан Никольсом (Nichols W.W., 1963). Анализ частоты клеток с пульверизацией хромосом показал, что клетки с единичными разрывами распределялись случайно, а клетки с пульверизацией хромосом принадлежали к другой статистической популяции. Таким образом, пульверизация хромосом представляет собой особый тип их поражения, а не результат аккумуляции в клетке множественных разрывов хромосом (Прокофьева-Бельговская А.А., 1969; O'Neill F.J., Miles C.P.,1970). Проведены глубокие исследования по изучению связи между синтезом ДНК в клетках, пульверизацией хромосом и вирусной инфекцией (Nichols W.W., 1964, 1966). В клетках HeLa и Lu—106   гемолитическая активность вируса кори (штамм Edmonston) тесно связана с его способностью индуцировать пульверизацию хромосом. Инкубация культуры с Н3-тимидином позволила установить, что пульверизация возникает в S-стадии клеточного цикла. Хромосомы, которые в момент воздействия вируса прошли период репликации, не подвергались пульверизации (Moorhead P.S.,1970). Способностью к пульверизации хромосом, кроме вируса кори, обладают вирусы паротита, истинной чумы птиц, болезни Ньюкасла, аденовирус 12—го типа, простого герпеса и клещевого энцефалита(Блюмкин В.Н.,Жданов В.М.,1973; Ильинских Н.Н., Ильинских И.Н., 1976; Бужиевская Т.И.,1984).
Установлено, что не во всех клетках и не все штаммы вируса простого герпеса и кори вызывают пульверизацию хромосом (Nichols W.W. еt аl., 1964; Heneen W.K.et al.,1970; Heneen W.K.,1976). Так, не наблюдалось пульверизации хромосом в культуре клеток из легких человека, а в культуре лейкоцитов иммунных доноров, инфицированных штаммом вируса кори, она была выражена слабо. По нашим данным (Н.Н.Ильинских и др. 1968, 1982, 2002)  наблюдалась пульверизация хромосом, тогда как при инфицировании культуры ФЭЧ вакцинным штаммом вируса кори (Л-16) этот феномен выявлен. Способность индуцировать пульверизацию хромосом у этого штамма впервые была описана Н.С.Радышевич и др.(1969). Подобным действием обладает также вакцина против желтой лихорадки и против кори (Нагпden D.S., 1964; Nichols W.W. et al. 1964).
В настоящее время имеются данные, позволяющие считать, что пульверизация является следствием локальной конденсации хромосом. Это отчетливо видно при электронно-микроскопических исследованиях (Aula P.,1970). Стенман (Stenman S.,l971) полагает, что   пульверизацию правильнее было бы называть преждевременной конденсацией хромосом. В настоящее время показано, что пульверизация возникает в момент слияния делящейся клетки с интерфазной клеткой (Стобецкий В.И.,1975). Практически все вирусы, которые индуцируют пульверизацию хромосом, обладают способностью к симпластообразованию. Снижение числа делящихся клеток в культуре после инфицирования вирусом кори, по-видимому, обусловлено тем, что клетки с пульверизованными хромосомами мало жизнеспособны и гибнут. Падение митотической активности установлено при инфицировании клеток Lu-106 вирусом кори (штамм Edmonston) (Norrby Е. еt аl.,1966), а также при заражении амниотических клеток человека вакцинным штаммом Л-16 (Радышевич H.C. и др., 1969). В то же время следует отметить, что внутрибрюшинное введение коревой вакцины взрослым мышам-самцам вызывает статистически достоверное увеличение числа делящихся клеток в костном мозге и семенниках (Ильинских H.H.,1976). Подобные данные были получены И.Г. Шройтом (1961,1970), И.Г.Шройтом и А.С.Козлюк (1969), показавшими, что введение вируса кори белым мышам вызывает резкое увеличение митотической активности лимфатических клеток на фоне усиления альтерации. Эти данные свидетельствуют о том, что результат воздействия вируса, на клетку в культуре и организме не равнозначен.
Установлено, что многие мутагенные факторы способны специфически поражать определенные районы хромосом (Evans H.J.,1990). Подобные закономерности отмечены и в наших экспериментах (Н.Н.Ильинских и др. 1968, 1982, 2002).  На основании сопоставления относительных длин хромосом и количества локализованных в них нарушений установлено, что чаще, чем ожидалось, поражались крупные хромосомы и чрезвычайно редко наблюдались нарушения в мелких хромосомах групп F и G . Закономерное поражение длинных плеч хромосом и относительно малое число нарушений в мелких хромосомах отмечают многие авторы. При поражении хромосом значительную роль, по-видимому, играет биохимическая структура самого инфекционного агента, его иммуногенность. Это подтверждается тем, что мутагенный эффект вируса нейтрализуется специфическими сыворотками (O'Neill F.J., Rapp F., 1971).
   Некоторые исследователи обнаруживают сходство в повреждающей способности вирусов и некоторых ингибиторов синтеза ДНК. Например, типы и локализация разрывов, вызванных вирусом простого герпеса, сходны с повреждением хромосом 5-бромдезоксиуридином (Stich H.F. еt аl., 1963, 1964). Подобную же закономерность наблюдали при изучении частоты крупных делеций в инфицированных вирусом простого герпеса клетках МСН (Hampar B., Ellison S.A., 1963). Повреждения хромосом, индуцированные вирусами кори и ветряной оспы, подобны эффекту ингибиторов синтеза ДНК типа 5-фтордезоксиуридина, цитозинарабинозида и дезоксиаденозина (Kihlman B.A. еt аl., 1963; Nichols W.W. еt аl., 1964).
Вирус саркомы Рауса и цитидинтрифосфат проявляли синергизм в индукции разрывов хромосом клеток человека. Объяснением (этого может быть наличие специфических пар оснований в местах локализации разрывов (Hsu T.C., Somers C., 1961,1962). На основании полученных данных установлено, что центромера, вторичные перетяжки и теломера отличаются друг от друга по составу оснований (Прокофьева-Бельговская А.А.,1986; Збарский И.Б.,1988).
Специфичность поражения ряда зон хромосом некоторыми инфекционными агентами может быть связана с особенностями строения и функционирования этих участков хромосом. Инфекционные агенты, изменяя метаболизм клетки, могут инициировать цепь реакций, приводящих к видимым повреждениям хромосом (Букринская А.Г.,Жданов В.М.,1991).
   Как установлено, при скарлатине, туберкулезе, токсоплазмозе и описторхозе, выявлены те же закономерности, что и при вирусных инфекциях. Бактерии, простейшие и тем более гельминты не могут контактировать с ядерным аппаратом клеток организма хозяина. Можно предполагать, что нарушения хромосом вызываются продуктами жизнедеятельности микроорганизмов. Примером может быть повреждающее действие стрептолизина-0 на хромосомный аппарат ФГА-стимулированных лимфоцитов.
 По-видимому, локальное повреждение отдельных зон хромосом может быть связано с так называемыми "горячими точками" в хромосомах, которые особо чувствительны к различным воздействиям благодаря наличию в них гетерохроматиновых участков (Rieger R., Michaelis A.,1958). Известно, что при воздействии различных мутагенов в хромосомах наиболее часто поражаются гетерохроматиновые районы (Прокофьева-Бельговская А.А.,1986).
Показано, что при действии инфекционных агентов в подавляющем большинстве разрывы и пробелы локализуются в теломерных и околоцентромерных районах или в области вторичных перетяжек хромосом. Как известно, эти зоны образованы гетерохроматином. Особенно часто поражались теломерные районы длинных плеч хромосом групп А и С. Однако установлено, что при различных инфекционных заболеваниях, как и под влиянием различных патогенов, в культуре клеток человека и животных отмечается неодинаковое поражение как отдельных хромосом, так и их зон. В настоящее время специфичность поражения хромосом обсуждается в связи с трансформацией клеток,  вызываемой вирусами: вирусом цитомегалии (Fortunato E.A. et al.,2000), SV40 (Ray F.A.,Waltman M.J. et al.,1998),HTLV-I,II и HIV-1,2 (Whang-Peng J. et al.,1998). Избирательность поражений хромосом авторы связывают с интеграцией генома вируса в клетку,с активацией определенных протоонкогенов и с инактивацией  клеточного гена р53.  Есть мнение, что специфичные поражения вызывают вирусы или их нуклеиновые кислоты, имеющие участки комплементарные протоонкогенам клеток млекопитающих (Бужиевская Т.И.,Лукаш Л.Л. и др.,1896; Айзензон М.Г.,Александров Ю.Н.;1990)).
W.Никольс и др. ( Nichols W.W. et al.,1963)в лейкоцитах крови больных корью наблюдали преимущественное поражение хромосом А2, что подтверждено нами. Однако мы не обнаружили избытка разрывов в коротком плече этой хромосомы. В отличие от дефицита числа разрывов в коротких плечах и избытка в длинных плечах хромосом группы С (Nichols W.W. еt  аl.,1963) нами показано, что в коротких плечах этих хромосом наблюдается всего 25 нарушений при ожидаемой частоте (исходя из относительной длины) 84,3, а в длинных плечах отмечен некоторый избыток нарушений (175 и 151,8 соответственно). Наши данные Н.Н.Ильинских и др. 1968, 1982, 2002), как и результаты Аулы (Аu1а P.,1965), показывают, что при кори нарушения чаще локализуются в длинных плечах хромосом групп А и В с преимущественным поражением среднего сегмента длинного плеча хромосомы А2 и дистального отдела длинного плеча хромосомы А1. Следует отметить, что имеющиеся сведения относительно мутагенных изменений у больных корью весьма противоречивы. Это может иметь различные причины. Нами установлено, что при физиологических нагрузках, введении гормонов, как и при генетически обусловленных иммунодепрессиях, вирус кори индуцировал значительно большие изменений в геноме клеток организма (Ильинских Н.Н., Ильинских И.Н., 1978). Имеет значение также возраст индивида (Ильинских Н.Н., 1981). Установлены также циркадные и сезонные различия в уровне цитогенетических нарушений у мышей, инфицированных вакцинными штаммами вирусов кори и полиомиелита (Ильинских Н.Н., Губин Г.Д., 1982).
   Известно, что наблюдается асинхронность в репродукции хромосом, обусловленная тем, что хромосомы и их участки различаются между собой по времени вступления в репликацию, скорости этого процесса. Есть основания полагать, что участки хромосом, в разной степени спирализации, имеют различную чувствительность к мутагенным факторам. Хромосомы, длительное время находящиеся в периоде репликации, наиболее уязвимы для мутагенных факторов, оказывающих свое повреждающее действие на стадии синтеза ДНК (Ауэрбах Ш.,1978). По нашим данным (Н.Н.Ильинских и др. 1968, 1982, 2002)   существенный избыток нарушений наблюдается в хромосоме А2 у больных корью и гриппом, хромосоме А3 у больных скарлатиной и дизентерией, у доноров, иммунизированных живой вакциной против бруцеллеза, а в хромосомах группы В - у больных гриппом. Эти различия, по-видимому, нельзя объяснить только асинхронностью репликации хромосом.
Как уже указывалось, инфекционные агенты чаще поражают крупные хромосомы генома. Однако при этом надо учитывать, что короткие хромосомы в метафазах в присутствии колхицина сокращаются медленнее и в меньшей степени, чем длинные (Гиндилис В.М.,1966).Поэтому, если исходить из принятых в настоящее время длин хромосом в расчетах случайного распределения по длине индуцируемых нарушений, то неминуемо при этом будет происходить завышение частоты нарушений в длинных хромосомах и, наоборот, занижение - в мелких. Эти предположения не могут в полной мере объяснить причины различной поражаемости среди крупных хромосом генома при действии различных инфекционных агентов. Можно выделить два фактора, способствующих специфическому распределению аберраций по хромосомам генома клетки. Первый - морфофизиологические особенности хромосом, присущие данным клеткам, тканям и организму (Бочков Н.П. и др., 1969). При этом неслучайную поражаемость хромосом в зависимости от длины можно объяснить неоднородностью хромосом по своей длине; неверными расчетами в длине хромосом (интерфазная длина хромосом не соответствует метафазной их длине);как сейчас известно, хромосомы распределены в ядре не случайно. Установлено, что хромосомы прикреплены к ядерной оболочке и распределены в ядре в определенных областях (доменах,компартментах) (Okada T.A.,Comings D.E.,1980; Збарский И.Б.,Кузьмина С.Н. ,1991; Рубцов Н.Б.,2001).
Ко второй группе следует отнести особенности природы инфекционного агента, его взаимодействия с хозяином. Взаимодействие клетки с мутагенным фактором представляет собой весьма сложный процесс, при этом не всегда возможно выделить прямое действие инфекционного фактора на носитель генетической информации — ДНК от их косвенного влияния через реакции клетки. Например, химические мутагены могут действовать на геном опосредованно, реагируя вначале с биохимически важными компонентами клетки (Кужир Т.Д.,1999). Образующиеся при этом продукты взаимодействуют с генетическим материалом, вызывая мутагенный эффект.
   Полученные нами данные свидетельствуют, что в большинстве случаев разрывы и перестройки хромосом локализовались в  области сосредоточения ломких (фрагильных) участков и микросателлитной ДНК. Ломкие участки - это неокрашивающиеся области хромосом, обычно имеющиеся на обеих хроматидах. Различают  спонтанно возникающие (конститутивные) ломкие участки и наследственные, которые являются менделирующим признаком. Ломкие участки 2q13, Зр14, 6р23, 7pll, 8q22, 9pll, 9q32, 10q23, llql3, llq23, 12ql3, 16pl2, 16q22, 7pl2, 20pll и Хq27 выявляются в культивируемых лимфоцитах в условиях нехватки фолиевой кислоты и тимидина, участки 10q25, 16q22, 17р12 чувствительны к бромдезоксиуридину, а участки 16q22 и 17р12 чувствительны к дистамицину А (Rowley J.D., 1984;Yunis J.J.; 1983; Erbe R.W., Wang J.C.C.; 1984). Имеющиеся данные свидетельствуют о том, что между клеткой хозяина и инфекционным агентом возникает конкуренция за некоторые предшественники ДНК, аминокисилоты и белки (Малюта С.С.,1985), поэтому закономерны поражения хромосом под влиянием агентов инфекционной природы именно в области ломких участков, т.к. в клетках возникает дефицит основных компонентов необходимых в биосинтезе ДНК и ахроматинового аппарата деления. Природа ломких участков хромосом остается на сегодня неизвестной. Возможно, что ломкие участки являются сегментами хромосом, не подвергающимися наблюдающемуся в норме, сжатию во время митоза. В литературе рассматриваются такие возможные предпосылки возникновения ломких участков, как особенности структуры ДНК, нарушения связывания ДНК — белок, аномальная организация хроматина и др. в области их локализации (Jotterand-Bellomo M., 1984; Jacky P.B., 1983; LeBeau M.M., Rowley J.D., 1984). Предполагается, что ломкие участки могут аномально вести себя, во время митоза и являться, вследствие этого, предрасполагающими факторами для возникновения хромосомных перестроек и заболеваний, связанных с ними (Rowley J.D., 1984; Erbe R.W., Wang J.C.C.; 1984; Yunis J.J., 1983). Показано, что_Х-сцепленная умственная отсталость человека сопровождается наличием ломкой Х-хромосомы (Rowley J.D., 1984; Erbe R.W., Wang J.C.C., 1984), причем в результате курса лечения фолиевой кислотой наблюдается корреляция между улучшением поведения больных и снижением экспрессии ломких участков Х-хромосомы (Erbe R.W., Wang J.C.C., 1984). Однако при других заболеваниях человека взаимосвязь между ломкими участками хромосом и фенотипом остается малоисследованной. В то же время показано, что ломкие участки могут указывать на повышенный риск у данного человека развития опухолей (Съяксте Т.Г., Эренпрейс Я.Г., 1987). Установлено, что экспрессия ломких участков связана с длинными CGG  тринуклеотидами или АТ-обогащенными  минисателлитными повторами.  Показано, что ломкий участок р14 короткого плеча хромосомы 3 участвует в транслокации (3; 8) (р14; q24), характерной для наследственной почечно-клеточной карциномы (Съяксте Т.Г., Эренпрейс Я.Г., 1987),  а также в делеции короткого плеча этой хромосомы 3p (р14-р23), часто наблюдаемой для мелкоклеточной карциномы легкого (Yunis J.J., 1983). Идентифицированный в этой же хромосоме онкоген raf-1 локализован в другом сегменте этой же хромосомы. Участок р23 короткого плеча хромосомы 6 является одновременно ломким участком и местом разрыва хромосомы при транслокации (6; 9) (р23; q24), которая сопровождает нарастание числа костномозговых базофилов при острой нелимфоцитарной лейкемии (Sandberg A.A., 1984). Следует отметить, что ломкий участок 6р23 расположен, возможно, рядом с местом локализации онкогена ras-Ki-1 (6р23—ql2), что может иметь значение для активации последнего при малигнизации.
   На хромосоме 8 ломкий участок локализован в длинном плече в сегменте q22, который является транслокационной точкой разрыва при (8; 21) (q22; q22), часто встречающейся при острой миелобластной лейкемии (Breakeleer M.De. et al., 1985). В этом же сегменте расположен онкоген mos (8q22) и рядом—онкоген myc (8q24.13). Совпадение локализаций лом-кого участка и онкогена с точкой разрыва хромосомы при неслучайной для опухоли аберрации можно было бы расценивать как свидетельство об участии онкогена (в данном случае mos) в процессе малигнизации клетки, однако экспрессия этого онкогена в лейкозных клетках не обнаружена (McClain K.L., 1984; Съяксте Т.Г., Эренпрейс Я.Г., 1987). Ломкий участок р21 хромосомы 9 также является точкой разрыва при транслокации (9; 11) (р21; q23), характерной для острой монобластной лейкемии (Yunis J.J., 1983). Онкоген abl, локализованный в хромосоме 9, находится далеко от места разрыва хромосомы при этой транслокации. Ломкий участок ql3 хромосомы 11 участвует в транслокации (11; 14) (ql3; q32) и расположен рядом с местом разрыва при делеции llq—(ql4), наблюдаемым при хроническом лимфолейкозе и лимфомах и остром нелимфоцитарном лейкозе и раке шейки матки соответственно (Yunis J.J., 1983; Sandberg A.A., 1984; Tautu P., Wagner G., 1984). В этом же сегменте 11 ql3 локализован онкоген bcl-1 (Съяксте Т.Г., Эренпрейс Я.Г., 1987). В результате транслокации (11; 14) перестроенный онкоген bcl-1 обнаруживается на 14q+ хромосоме (Съяксте Т.Г., Эренпрейс Я.Г., 1987). Возможно, в результате транслокации он может активироваться и участвовать в процессе малигнизации, однако данных о его экспрессии пока нет. В зоне ломкого участка q23 этой же хромосомы 11 или непосредственно рядом с ним установлена локализация онкогена ets—это область 11 (q23—24). Сегмент 11 q23 участвует в транслокациях t(4; ll)(q21; q23) и t(9; 11) (р21; q23), характерных для острых лейкозов, и транслокации  (11; 22) (q23—25; ql2), встречающейся при саркоме Юинга, и также при делении llq—(q23), наблюдаемой при острых лейкозах и раке шейки матки (Yunis J.J., 1983; Sandberg A.A.,1984). Данных относительно экспрессии онкогена ets, а следовательно, и его роли в патогенезе этих заболеваний пока нет. Ломкий участок 12ql3 локализован в местах транслокационных разрывов при t(6; 12),(ql5; ql3) и t(12; 14) (ql3; q23), характерных для пролимфоцитарного лейкоза и злокачественной меланомы соответственно (Yunis J.J., 1983; Sandberg A.A.,1984). В длинном плече хромосомы 11 локализован онкоген ras-Ki-2 расположен относительно далеко от этого участка. Ломкий участок q22 хромосомы 16 участвует в делеции 16q—(q22) и более часто встречающейся инверсии invl6 (р13—q22), характерных для острого миеломоноцитарного лейкоза с эозинофилией и рака мочевого пузыря (Yunis J.J., 1983; Sandberg A.A.,1984). В хромосоме 16 онкогенов не обнаружено. Из рассмотренных следует отметить транслокацию t(9; 11) (р21; q23), характерную для острого монобластного лейкоза, в образовании которой участвуют ломкие участки на обеих хромосомах (9р21, 11 q23). Как видно из данных Т.Г. Съяксте и Я.Г.Эренпрейс, 1987), локализация наследственных ломких участков 2ql3, 7pll, 9q32, 10q23, 10q25, 16pl2, 17pl2, 20pll, Xq27 не совпадает ни с локализацией клеточных онкогенов, ни с точками разрыва хромосом при возникновении аберраций, характерных для опухолей. Полученные нами данные свидетельствуют, что именно в этих зонах и сосредотачиваются разрывы хромосом наблюдаемые при воздействии факторов инфекционной природы.
   Имеется мнение, что при некоторые инфекционные агенты оказывают свое поражающее действие за счет активации ферментов способных вызвать разрушение нитей ДНК - ДНКаз. Известно, что чувствительность хроматина к ДНКазе 1, характерная для активных или потенциально активных генов, сохраняется и в митотических хромосомах (Kerem H. et.al., 1983). Функционально активные участки метафазных хромосом могут,  по-видимому, поражаться также при воздействии эндонуклеаз, обладающих чувствительностью к наличию метильных групп в сайте рестрикции. Так, изошизомеры MspI и HpaII расщепляют один и тот же сайт ДНК - СCGG, но HpaII расщепляет этот сайт, только если внутренний цитозин неметилирован. В процессе ник-трансляции происходит включение био- или диг-дУТФ в образовавшиеся бреши, что способствует визуализации чувствительных к обработкам ферментов участков хромосом. Распределение ник-трансляционного сигнала (НТС) соответствует R(T)-исчерченности хромосом, будучи максимальной в Т-дисках. Районы 1qh, 9qh, 16qh, Yqh, 15cenh, 22cenh на метафазных хромосомах человека имеют сниженную метилированность ДНК. Различия в интенсивности сигналов  особенно заметны в районе 9qh. Гипометилированность ДНК в гетерохроматине хромосомы 9 ранее показана для клеток хориона зараженного вирусом кори (Craig H., Bickmore H., 1994).
   Не исключено, что гипометилированность гетерохроматиновых участков хромосом является отражением транскрипционной активности генов, локализованных в этих участках. Деметилированное состояние гетерохроматина  характерно также для интенсивно пролиферирующих клеток (Wu Р., 1993), к которым относятся и ФГА-бласттрансформированные лимфоциты крови.
   Как оказалось под влиянием некоторых изученных инфекционных агентов в культурах ФГА-бласттрансформированных лимфоцитов некоторая часть повреждений хромосом локализовалась в зонах сосредоточения минисателлитной ДНК в участках хромосом  1p36;   2q37;  8q24 и 10q6.    Минисателлиты  обычно определяют как многократный повтор GC нуклеотидов ДНК. Хотя  минисателлиты были впервые описаны около 20 лет тому назад у человека (Wyman A.R., and White R., 1980), подобные структуры ДНК были найдены у многих организмов, включая бактерии. В связи с этим возникает предположение о том, что сходство в структуре ДНК клетки хозяина и инфекционного агента, по-видимому, может приводить к ассоциациям нуклеиновых кислот и повышает возможность встраивания ДНК в клетки хозяина. Сравнение   единиц, образующих последовательности в классических минисателлитах у разных видов привели  к обнаружению некоего сходство с ? последовательностью (GCTGTGG)  у ? фага и некоторых вирусов. В целом, большинство  классических минисателлитов  содержат много GC, со строгой стандартной ассиметрией. Полиморфизм  длин минисателлитной ДНК, который образуется из-за вариаций в числе последовательностей, и способности некоторых из этих последовательностей к прекрестной гибридизации с различными другими  похожими локусами генома, позволяют гибридизироваться с ДНК, принадлежащими самым разнообразным видам инфекционных агентов (Vergnaund G., Denoeud F., 2000). Параллельно, было обнаружено, что тандемные последовательности принадлежащие к классу минисателлитов связаны со многими структурными особенностями человеческого генома и эволюцией, чаще всего раскрывая скрытые причины  патологии генетической природы. Суммируя имеющиеся данные возможно предположить, что  минисателлиты вносят свой вклад  в функционирование генома одним из трех следующих путей:
1. Часть участков минисателлитной ДНК необходима для биосинтеза белков с разнообразной функциональными последовательностями. Как оказалось, минисателлиты локализованы в 5’ регионе генов и участвуют в регуляции  транскрипции (Kennedy G.C. et al. 1995). Другие минисателлиты локализованы  в пределах интронов  и способствуют сплайсингу (Turri M.G. et al 1995). Кроме того минисателлиты играют роль в импринтном контроле регуляции генетической активности (Chaillet J.R. et al. 1995). Обсуждается также возможность того, что минисателлиты необходимы (Neumann B. et al. 1995) для инициации конъюгации хромосом в некоторых эукариотических геномах (Ashley T., 1994; Sybenga J., 1999), что, по-видимому, связано с их рекомбинантными возможностями (Boan F., 1998; Wahls W.P. and Moore P.D., 1998).
2. Минисателлиты, по-видимому, формируют хромосомные ломкие участки (Sutherland G.R. et al. 1998). Они были обнаружены в непоследственной близости от целого ряда мест разрывов хромосом, под влиянием самых различных генотоксических факторов (Brusco A., 1999). Недавние  исследования  минисателлитной ДНК сфокусировались на идентификации  этих редких  гипермутабельных  локусов у  человека и в других геномах  поскольку  они, по-видимому,  являются наиболее подходящей  моделью чтобы продемострировать  механизмы минисателлитной  вариабености. Ряд исследований указывает на то, что гипермутабельные минисателлиты являются биомаркерами внешнего воздействия генотоксических агентов (Vergnaund G., Denoeud F., 2000). Одним из таких агентов является ионизирующая радиация.  Первый признак чувствительности  минисателлитов к ионизирующей радиации был обнаружен у мышей (Dubrova Y.E., 1993;1998). Затем последовали исследования в семьях людей (отец-мать-ребенок), подвергшихся хроническому облучению низкими дозами радиации, проживающих на территориях, загрязненых  выбросами радиоактивных материалов после взрыва на Чернобыльской атомной станции (Dubrova Y.E., 1997). Полученные данные указывали на то, что частота мутантных аллелей в гипермутабельных минисателлитных локусов была в два раза выше, чем в контрольной популяции. Отмечено, что подвергнутая воздействию радиации группа людей разделилась на две части в зависимости от  степени  загрязнения почвы в территориях, где проживали эти семьи, что предполагает наличие связи доза-эффект. (Dubrova Y.E., 1998). Некоторые химические соединения  выбрасываемые в окружающую среду являются также подозрительными в отношении индукции минисателлитных мутаций (Yauk C.L., Quinn J.S., 1996). Под влиянием некоторых химических веществ наблюдается нестабильность человеческого минисателлитного  участка MS32, который был введен в дрожжевые клетки (Appelgren H., 1999).
  Имеется мнение (Laird H.,1998), что ломкие участки реплицируются  очень поздно в клеточном цикле. В то время как репликация достигает своего пика, конденсация CG -последовательностей не закончивается и это, в свою очередь, может приводить к большей уязвимости этих зон хромосом.
  В связи с тем, что минисателлитные участки ДНК хромосом человека могут активно поражаться самыми разнообразными агентами - радиацией, химическими мутагенами и как свидетельствуют полученные нами данные инфекционными агентами возникает предположение, что повышенная поражаемость в этих зонах, по-видимому, отражает эволюционно закрепленные механизмы для организмов стоящих на разных уровнях организации (Vergnaund G., Denoeud F., 2000).
Было высказано предположение, что хромосомные повреждения являются результатом активации лизосомальных ферментов клетки и связаны с предварительным разрушением лизосом (Allison A.C., Mallucci L.,1965; Aula P.,Nichols W.W.,1968). Работы, в которых изучалась роль лизосомальных нуклеаз в повреждениях хромосом ( Paton G.R., Allison A.C.,1970;1974; Саблина О.В., Рамуль Н.Ю., 1974; Саблина О.В., 1976, 1978), свидетельствуют, что нуклеазы способны индуцировать хромосомные поражения. Стабилизация лизосомальных мембран оказывает антимутагенный эффект. В то же время в исследованиях содержания лизосомальных ферментов при инфи-цировании культур вирусами кори, полиомиелита и аденовируса 12-го типа, а также при использовании лабилизаторов лизосом эта гипотеза не подтвердилась, поскольку хромосомные нарушения возникали независимо от содержания в клетке лизосомальных ферментов (Aula P., Nichols W.W., 1968; Bartsch H.D. et al.,1969; Cohen M. et al., 1970). В настоящее время выяснено, что действие инфекционных агентов на структуру хромосом в клетке может осуществляться и другим образом: за счет освобождения лизосомальных ферментов; индукции систем репарации и репликации (ошибки, активации МГЭ (мигрирующих генетических элементов); за счет литических ферментов(нейраминидаза); эписомоподобного действия нуклеиновых кислот и интеграции геномов вирусов и клетки (Бужиевская Т.И.,1984; Айзензон М.Г. и др.,1990).
 Установлено, что ткани пораженные воспалением, вызванным инфекцией, образуют повышенные количества супероксидного радикала и оксида азота (Маеда Х., Акаике Т., 1998).  Было доказано, что при биосинтезе NO  экспрессируется ген iNOS (индуцибельная синтаза оксида азота), а оксид азота биосинтезируется из  L-аргинина [Тейлор Б.С. и соавт., 1998].  При этом оксид азота  способен  к автоокислению в неактивные метаболиты: нитрит и нитрат (NO2-  NO3).    Механизмы цитотоксической и мутагенной активности оксида азота разнообразны. Они включают нитрозативное дезаминирование, разрыв нитей вызванный NO2-, окислительное дезаминирование под действием пероксинитрита, модификацию ДНК метаболически активными N-нитрозоаминами. Образование NO2-/NO3-  вызывает появление N-нитрозосоединений, которые способны дезаминировать ДНК и продуцировать сшивки. NO  реагирует с анионом супероксида, образуя  пероксинитрит, распадающийся на радикал гидроксила и двуокись азота. Дезаминирование ДНК приводит в свою очередь к появлению специфических мутаций, включающих трансформацию ГЦ в АТ. Такого рода мутации обнаружены при анализе последовательностей ДНК,  у пациентов с хронической инфекцией (Маеда Х., Акамике Т., 1998).
   Противовоспалительные цитокины, например интерферон-?, интерлейкин-1-b,  модулируют  воспалительный процесс. Многие из этих веществ облегчают экспрессию индуцибельной изоформы синтазы оксида азота (iNOS).   Индукция iNOS  при вирусных инфекциях - хорошо известный феномен, характерный для вирусов, поражающих различные ткани.  Вирусы  сами по себе способны индуцировать iNOS  в макрофагах, хотя конкретный компонент вируса, ответстственный за этот эффект, еще не идентифицирован.  При вирусных инфекциях и хроническом воспалении повышенная продукция NO  может  способствовать возникновению патологических процессов, если одновременно происходит повышение продукции супероксидного радикала. Это подтверждается образованием  пероксинитрита, который обладает гораздо большей  реакционной способностью, чем NO  или супероксидный радикал (Маеда Х., Акаике Т., 1998; Тейлор Б.С. и др., 1998; Брюне  Б. и др., 1998).  Он участвует во многих химических реакциях в биологических системах. Пероксинитрат явяляется сильным ДНК-расщепляющим агентом. Эти химические реакции с участием пероксинитрита вызывает апоптоз и мутации в различных клетках [Брюне Б. и др., 1998].    
      Доказаны антигельминтная активность оксида азота, в частности это известно для описторхозной инвазии.  Противогельминтное действие NO  четко проявляется в гепатоцитах человека. Эти клетки сохраняют способность длительно поддерживать экспрессию iNOS.  Паразит стимулирует в гепатоцитах экспрессию iNOS  вне зависимости  от  наличия цитокинов.  Регуляция iNOS  осуществляется на уровне транскрипции, трансляции и посттрансляции.  Возможно выделить благоприятное и неблагоприятное действие оксида азота на клетки организма. С одной стороны экспрессия продукции оксида азота при остром воспалении обеспечивает максимальную перфузию тканей, обеспечивая тем самым защитное действие. NO  предотвращает агрегацию тромбоцитов и нейтрализует действие токсичных радикалов кислорода.  Экспрессия iNOS  может оказывать гепатопротекторное действие, а NO  экспрессирует  синтез   защитных белков Hsp70  и гемоксигеназы. Кроме того, NO  оказывает на печень антиапоптотическое действие. С другой стороны при хроническом воспалении, вызываемом различными факторами, оксид азота может выступать как промотор рака (Маеда Х., Акаике Т., 1998).
    Полученные нами данные позволяют заключить, что  инфекционные агенты способствуют индукции в пораженных клетках оксида азота и это может являться ключевым фактором мутагенеза и канцерогенеза.  Оксид азота активно образуется за счет особого фермента - индуцибельной синтазы оксида азота (iNOS), при этом активно образуется пероксинитрит  (ONOO) обладающий  способностью  нитрировать гуанин и разрывать цепочки ДНК, а также влиять на структуру белка хромосом и ахроматиновых нитей веретена деления клетки индуцируя разнообразные патологии митоза и нарушения в числе хромосом.
Утановлено, что наблюдается прямо пропорциональная корреляция между увеличением числа клеток с цитогенетическими нарушениями у обезьян и ростом показателя НСТ (тест с нитросиним тетразолием). Известно, что тест НСТ служит цитохимическим маркером суммарной активности дегидрогеназ лейкоцитов, поскольку нитросиний тетразолий переходит в нерастворимый формазан под влиянием лизосомальных ферментов НАДФ-оксидаз (Покровский В.И., Нагоев Б.С.,1983).
   Результаты нашего исследования (Н.Н.Ильинских и др. 1968, 1982, 2002)  с нитросиним тетразолием свидетельствуют о том, что при полиовирусной инфекции возрастает продукция лимфоидными клетками дегидрогеназ, а следовательно и перекисей. Известно, что эффекторные клетки при цитолизе мишеней, например, мутантно измененных клеток, выделяют перекись водорода в концентрации 3,63х10-6 (Nathan C.F.,1979), которая активно взаимодействует с пиримидиновыми азотистыми основаниями и SН-группами белков хроматина, инициируя нарушения в системе эксцизионной репарации, а также и мутационные изменения  Показано, что пробелы и разрывы хромосом при индукции перекисей возникают за счет появления супероксидных радикалов, вызывающих в ДНК однонитевые разрывы (Дубинин Н.П.1994; Еmerit I.,1994; Кужир Т.Д.,1999). Утановлено (Н.Н.Ильинских и др. 1968, 1982, 2002)   что высокий уровень цитогенетически аберрантных клеток отмечается в периоды повышенной продукции лейкоцитами перекиси водорода, что может являться следствием киллерной реакции лимфоцитов в отношении клеток, имеющих антигенное изменение оболочки, возникшее как результат индукции вирусом цитогенетических аберраций. Известно, что воспалительные процессы и гибель, клеток при вирусной инфекции стимулируют фагоцитарную реакцию, приводя к выбросу  свободных радикалов, что, в свою очередь, может привести к интенсификации мутационного процесса. Наряду с этим, было найдено, что NO играет главную роль в иммунологически опосредованной защите против простейших и гельминтов в условиях in vivo и in vitro (Elliot S.N.,Wallage I.L.,1998). NO продуцируется макрофагами из L аргинина при участии оксид азота синтетазы.Оксид азота нарушает процессы клеточного дыхания в митохондриях, ингибирует антиоксидантные ферменты - каталазу и цитохром Р-450,а также ядерный фермент поли АДФ рибозилтрансферазу (PARP),необходимую для репарации ДНК. Известно, что блокирование ферментов дыхательной цепи может приводить к повышению образования супероксид аниона, который взаимодействуя с NO приводит к образованию еще более мутагенного соединения - пероксинитрит (ONOO), который способен индуцировать дезаминирование ДНК и возникновение генных мутаций и разрывов ДНК (Маеда Х.,Акаике Т.,1998). Такой механизм характерен для патогенеза не только гельминтозов, но и для большинства внутриклеточных инфекций, том числе - туберкулеза и токсоплазмоза (Проскуряков С.Я.,Бикетов С.Н. и др.,2000).